Metodi per generare e valutare modelli di pesce zebra delle malattie renali umane Parte 2

Analisi istologica

I mutanti potrebbero non mostrare sempre cambiamenti morfologici sufficientemente informativi. L'analisi istologica di questi embrioni o organi degli adulti può essere necessaria per determinare la differenza tra gli animali mutanti e quelli selvatici. I metodi di analisi istologica sia per le larve che per il pesce zebra adulto sono ben consolidati e possono essere eseguiti in modo ad alta produttività (Sabaliauskas et al., 2006). Gli embrioni di pesce zebra o il tessuto adulto possono essere incorporati in paraffina o resina JB-4 seguita da sezionamento del microtomo per studiare l'architettura del tessuto (Sullivan-Brown et al., 2011; Copper et al., 2018). Il crio-sezionamento può essere eseguito anche con embrioni di pesce zebra (Ferguson e Shive, 2019). Queste sezioni di tessuto vengono quindi utilizzate per la colorazione con immunofluorescenza, studi immunoistochimici o colorazione H&E. La colorazione H&E delle sezioni di rene adulto ha mostrato che il lato apicale del tubulo prossimale era colorato di rosa scuro e aveva un ampio lume, mentre il tubulo distale aveva una macchia rosa chiaro con un lume stretto, segnando così chiaramente il pattern di colorazione differenziale tra i segmenti ( McCampbell et al., 2015). La tecnica di colorazione con acido periodico-Schiff (PAS) che rileva i polisaccaridi nei tessuti ha un'affinità per l'epitelio del bordo del pennello del tubulo prossimale (McCampbell et al., 2015; McKee e Wingert, 2015). L'argento metenamina colora le membrane basali e può essere utilizzato per la colorazione dei tubuli nefrici e della membrana basale dei glomeruli (McCampbell et al., 2015). Un modello AKI di zebrafish mediante insulto di gentamicina ha mostrato appiattimento dell'epitelio, perdita del bordo della spazzola apicale, distensione tubulare e accumulo di detriti nel lume, evidenziando così l'utilità dell'istologia nell'analisi dei modelli di malattia del pesce zebra (Cianciolo Cosentino et al., 2013) .

Negli ultimi anni, la ricerca sull'uso delle cellule staminali e di un rimedio erboristico cinese per il trattamento delle malattie renali ha guadagnato grande attenzione. Il meccanismo principale delle due terapie è promuovere la riparazione dei tessuti renali danneggiati e proteggere ilrestanti funzioni renali.

Il rimedio erboristico cinese, cistanche, è stato utilizzato nella medicina tradizionale cinese per il trattamento di varimalattie renali cronicheDa tempi antichi. È stato riferito che la cistanche ha il potenziale per ridurre l'infiammazione,ridurre la fibrosi renale, e promuovono la sintesi dei componenti della matrice extracellulare. È stato rivelato che questi effetti sono dovuti ai suoi componenti bioattivi, tra cui molte sostanze fenoliche, triterpenoidi e cumarine.

D'altra parte, la tecnologia delle cellule staminali ha provocato una rivoluzione nella pratica medica. La ricerca ha dimostrato che le cellule staminali possono differenziarsi in vari tipi di cellule renali e svolgere attività terapeutiche, inclusa la protezione dei rimanenti tessuti renali funzionali, il rallentamento della fibrosi tissutale e la riparazione dei tessuti danneggiatitessuti renali.

Clicca su Come prendere Cistanche

Per maggiori informazioni:

david.deng@wecistanche.com WhatApp:86 13632399501

In definitiva, la combinazione della medicina tradizionale cinese con la scienza moderna potrebbe essere la chiave per il trattamento di varimalattie renali. Questa strategia è stata gradualmente accettata dalla comunità medica e gli studi hanno già dimostrato che la terapia combinata dicistanchee il trattamento con cellule staminali può ridurre notevolmente il tasso di mortalità delle malattie renali.

In conclusione, l'uso dicistanchee il trattamento con cellule staminali nel trattamento delle malattie renali mostra un grande potenziale e richiede ulteriori ricerche. La terapia combinata dei due trattamenti potrebbe fornire una migliore opzione terapeutica per coloro che affrontano malattie renali.

Identificazione dei difetti di segmentazione del pronefro

Il pronephros è modellato in diversi segmenti che svolgono funzioni distinte. Il meccanismo alla base di questa segmentazione non è chiaramente compreso, sebbene molti fattori di trascrizione siano stati identificati come regolatori della segmentazione. Le differenze nel modello segmentale possono essere facilmente identificate dall'analisi WISH con ribosonde che contrassegnano in modo specifico diversi segmenti del pronephros. La posizione esatta dei segmenti pronephros può essere contrassegnata implementando la doppia ibridazione in situ di marcatori specifici del segmento e un riboprobe antisenso che segna il somite (come smyhc1 e xirp2a). I marcatori specifici del segmento più comuni sono slc20a1a per PCT, trpm7 per PST, slc12a1 per DE, stc1 per CS e slc12a3 per DL (Fig. 2). Le mutazioni nell'HNF1b umano sono collegate ad anomalie renali come la displasia renale, il rene glomerulocicstico, l'oligomeganefronia e il rene funzionante solitario (Lindner, 1999; Bingham et al., 2002; Bohn et al., 2003). Naylor et al., (2013) hanno analizzato la segmentazione del pronefro mediante WISH in embrioni di pesce zebra knock-out hnf1b utilizzando geni marcatori specifici del segmento e hanno scoperto che i marcatori del tubulo prossimale e distale erano assenti nei mutanti. Utilizzando esperimenti simili, è stato scoperto che il fattore di trascrizione spiracoli vuoti homeobox gene 1 (emx1) promuove il destino distale tardivo e inibisce il destino distale precoce durante la nefrogenesi (Morales et al., 2018). Wingert et al., (2007) hanno effettuato un'analisi WISH di embrioni trattati con RA e DEAB e hanno scoperto che il trattamento con DEAB ha provocato una perdita dei segmenti prossimali e un'espansione dei segmenti distali, mentre il trattamento esogeno con RA ha invertito questo fenotipo. Hanno anche stabilito un legame tra il fattore di trascrizione caudale (cdx) e l'AR nella regolazione della posizione e della segmentazione del nefrone (Wingert et al., 2007). Abbiamo dimostrato che il dominio EF-hand contenente 2 (efhc2) knockdown determina l'espansione dei segmenti distali precoci e la riduzione di CS e dei segmenti distali tardivi. Anche l'espressione di odf3, che segna le cellule multiciliate dei tubuli pronephric, è stata ridotta nei morfanti efhc2 (Barrodia et al., 2018).

Colorazione e imaging delle ciglia pronephric

Le ciglia sono organelli a base di microtubuli mobili o non mobili. I disturbi umani causati da difetti nella struttura e nella funzione delle ciglia sono chiamati ciliopatie. I difetti nelle ciglia presenti nel pronephros del pesce zebra spesso portano all'arricciamento del corpo, alla formazione di cisti e alla dilatazione dei tubuli (Sullivan-Brown et al., 2008). Le cellule multiciliate presenti nel pronephros di zebrafish possono essere visualizzate mediante WISH o ibridazione fluorescente in situ (FISH) utilizzando ribosonde antisenso odf3b o rfx2 (Liu et al., 2007; Barrodia et al., 2018). Le ciglia negli embrioni di pesce zebra possono essere colorate utilizzando la tubulina acetilata e la tubulina g può essere utilizzata per contrassegnare i corpi basali (Jaffe et al., 2010; Zaghloul e Katsanis 2011). Il movimento delle ciglia mobili può essere registrato utilizzando un microscopio con una fotocamera ad alta velocità impiegando zebrafish transgenico come Tg (Foxj1a: GFP) (Tavares et al., 2017). È stata sviluppata una tecnica combinata di test FISH e immunofluorescenza per contrassegnare cellule multiciliate, ciglia e corpi basali (Marra et al., 2017). Diversi mutanti di pesce zebra con difetti delle ciglia come Locke, swt e curly sono stati esaminati in dettaglio e si è scoperto che mostravano una serie di difetti del movimento delle ciglia (Sullivan-Brown et al., 2008). Il movimento ciliare era ridotto nel mutante Locke e le ciglia erano immobili in swt, mentre i movimenti delle ciglia in ricci variavano da spostamenti immobili a irregolari. L'immunocolorazione con tubulina α-acetilata ha mostrato che la lunghezza delle ciglia era normale in swt e curly mentre locke mostrava ciglia più corte (Sullivan-Brown et al., 2008). I metodi qui descritti sono stati ampiamente utilizzati per identificare i difetti delle ciglia nelle malattie renali che coinvolgono le ciglia.

Valutazione della funzione del glomerulo

La funzione principale del rene è quella di filtrare il sangue e rimuovere scorie e liquidi in eccesso dal corpo prevenendo la perdita di macromolecole nelle urine. Il glomerulo può filtrare molecole di 5 kDa ma non consente l'escrezione di molecole più grandi come l'albumina sierica (Chang et al., 1976). I metodi diagnostici comunemente usati per valutare la disfunzione renale negli esseri umani non possono essere applicati al pesce zebra a causa delle loro piccole dimensioni. Tuttavia, coloranti fluorescenti di diverso peso molecolare che imitano le molecole comunemente incontrate dal rene umano possono essere iniettati nel pesce zebra e la valutazione della loro clearance o ritenzione può essere utilizzata come surrogato per determinare la funzione renale (Christou-Savina et al., 2015 ). È stato dimostrato che l'iniezione di destrano fluorescente da 10 kDa nella cavità pericardica degli embrioni di pesce zebra provoca una perdita di circa l'85% del colorante attraverso la secrezione dal rene entro 24 ore dall'iniezione (HPI) (Christou-Savina et al. , 2015). I coloranti di peso molecolare più elevato come 70 kDa o superiore devono essere iniettati nel sistema vascolare e vengono trattenuti all'interno degli embrioni wild-type. Tuttavia, è stato possibile rilevare destrano da 70 kDa nella parete del tubulo prossimale quando iniettato nella vascolarizzazione del pesce zebra mutante della cistinosi (ctn), indicando che l'integrità delle fessure del filtro glomerulare è compromessa nelle larve centesimi/- (Elmonem et al., 2017) . Kramer-Zucker et al., (2005) hanno iniettato 500 kDa FITC-destrano nella vena cardinale di embrioni di zebrafish di 84 hpf wild-type e nephrin e podocin morphant, e hanno rilevato il colorante nel pronephros che indica la disfunzione dei nefroni in questi morphants.

Valutazione del riassorbimento dei metaboliti

Il recettore endocitico transmembrana megalina/LRP2, il suo adattatore disabilitato2 (dab2) e il corecettore Dublin svolgono un ruolo centrale nella clearance mediata dall'endocitosi dei metaboliti dal filtrato glomerulare (Anzenberger, 2006). L'iniezione di 70 kDa destrano marcato in modo fluorescente o proteina associata al recettore coniugato in modo fluorescente (RAP), una proteina che si associa fisicamente alla megalina/LRP2 nel flusso sanguigno degli embrioni di pesce zebra, porta all'assorbimento di queste molecole per il riassorbimento. Questo serve come metodo conveniente per valutare la funzione di riassorbimento del metabolita del rene. In accordo con il loro ruolo centrale nel riassorbimento dei metaboliti, il knock-down di megalina/LRP2 o dab2 porta a un completo fallimento dell'assorbimento endocitico mediato dal recettore dei traccianti nei morpanti (Anzenberger, 2006).

Valutazione della dilatazione dei tubuli

Il tubulo pronephric è rivestito da un singolo strato di cellule epiteliali polarizzate. La morfologia del tubulo pronephric e la sua patta che si trasforma in segmenti distinti sono controllati dalla proliferazione di cellule epiteliali differenziate vicino all'estremità distale e dalla loro migrazione verso il glomerulo. Questi eventi sono a loro volta governati dal fluido che scorre nel pronefro, fornendo così una correlazione tra morfologia e funzione dell'organo (Vasilyev et al., 2009). Le cellule all'estremità prossimale sono contorte e più colonnari, mentre le cellule all'estremità distale sono cuboidali (Vasilyev et al., 2009). Una diminuzione della velocità di filtrazione glomerulare, un'ostruzione nel tubulo o difetti nello sviluppo e nella motilità delle ciglia inibiscono questa migrazione cellulare collettiva dalla direzione posteriore a quella anteriore. Tuttavia, le cellule all'estremità distale continuano a proliferare, causando la dilatazione dei tubuli pronephric (Naylor e Davidson, 2017). La dilatazione dei tubuli può essere valutata osservando direttamente interi embrioni al microscopio o mediante analisi istologiche. L'ottica DIC può essere utilizzata per visualizzare e calcolare il diametro del tubulo pronephric degli embrioni di zebrafish. Sullivan-Brown et al., (2008) hanno confrontato la dilatazione del tubulo nei mutanti wild-type e ricci con difetti nelle ciglia e hanno scoperto che nel wild-type il tubulo mediale aveva un diametro maggiore rispetto al tubulo posteriore e che il diametro del tubulo tubuli mediali diminuiti nel tempo. Nei mutanti ricci, il diametro dei tubuli mediale e posteriore era simile al tipo selvaggio a 26-30 hpf, ma in questi mutanti è stato osservato un aumento costante del diametro del tubulo mediale a partire da 48 hpf. È stato inoltre osservato che il numero di cellule che circondano il tubulo mediale è aumentato anche negli embrioni mutanti (Sullivan-Brown et al., 2008). Le mutazioni nel gene umano MNX1 (motoneurone e pancreas homeobox 1) causano la sindrome di Currarino, una rara malattia congenita caratterizzata da agenesia sacrale e anomalie urogenitali e renali come il rene a ferro di cavallo, il rene singolo, l'idronefrosi e la stenosi anorettale (Currarino et al., 1981; Lee et al., 2018; Dworschak et al., 2021). Ott et al., (2016) hanno generato morfanti mnx2b in uno sfondo Tg(-8cldnb.1:lynEGFP)zf106 per l'immagine di cellule epiteliali nello sviluppo di pronephros e hanno scoperto che i morfanti mostravano diametri dei tubuli prossimali ingranditi rispetto a quelli selvatici -tipo controlli a 4 pdf. Ulteriori analisi hanno rivelato che questi morfanti avevano funzioni renali alterate, ciglia pronefriche disorganizzate e microvilli apicali deformati (Ott et al., 2016). Tale analisi utilizzando il pesce zebra ci aiuterebbe senza dubbio a comprendere il meccanismo alla base delle malattie umane.

Valutazione della polarità delle cellule epiteliali

La polarità delle cellule epiteliali del tubulo pronephric è mantenuta da complessi proteici che segregano la membrana cellulare in domini apicali e basolaterali e organizzano sottodomini di membrana per funzioni specifiche come secrezione, filtrazione, assorbimento e stimolazione sensoriale (Pieczynski e Margolis, 2011). La dislocazione di diversi recettori, trasportatori e canali è stata identificata in molte condizioni patologiche come Na più K più -ATPasi, Na più K più 2Cl− cotrasportatore ed EGFR in PKD e H più -ATPasi nella malattia di Dent (Wilson, 2011) . La polarità delle cellule epiteliali può essere verificata mediante colorazione con immunofluorescenza di embrioni interi utilizzando un anticorpo contro Na più /K più -ATPasi, marcatore di giunzione stretta ZO-1 o fosfatasi alcalina (AP) per identificare i difetti nella polarizzazione di epiteli del tubulo nei mutanti rispetto agli embrioni wild-type. Na plus /K plus -ATPase è una delle proteine ​​più abbondanti nelle cellule epiteliali tubulari che mantiene l'omeostasi sodio-potassio e regola le funzioni di altri trasportatori presenti nelle cellule epiteliali (Fernández e Malnic, 1998). È localizzato sulla membrana plasmatica basolaterale ed è importante per la polarizzazione delle cellule epiteliali e la formazione e il mantenimento di giunzioni strette (Rajasekaran et al., 2001). ZO-1 e AP vengono utilizzati per contrassegnare le superfici apicali delle cellule epiteliali pronephric. Drummond et al., (1998) hanno analizzato un gruppo di mutanti con difetto da lieve a grave nel pronephros. Hanno controllato la polarità delle cellule epiteliali in embrioni di 2,5 pdf mediante colorazione con immunofluorescenza con anticorpo monoclonale anti-Na più /K più -ATPasi subunità alfa (a6F) seguito da sezionamento del tessuto. Questa analisi ha mostrato che la localizzazione di Na plus /K plus -ATPase era alterata nella maggior parte delle linee mutanti rispetto alla sua normale espressione basolaterale. Nei mutanti a doppia bolla (bb) e flr (flr), la Na plus / K plus -ATPase è stata espressa nella superficie apicale mentre la superficie basolaterale ha mostrato una colorazione ridotta. Altri mutanti avevano una colorazione più laterale, con superfici apicali e basolaterali non colorate (Drumond et al., 1998).

Rilevazione di calcoli renali

I calcoli renali sono cristalli di sali depositati, tra i quali i calcoli di calcio sono i più comuni (Evan, 2010). Questi sono composti da ossalato di calcio (CaOx) e fosfato di calcio (CaP) in rapporti diversi. Ci si può aspettare calcoli di calcio nei mutanti di zebrafish che hanno alterato l'omeostasi del calcio. Coloranti vitali come il rosso alizarina (rosso fluorescente) e la calceina (verde fluorescente) possono essere utilizzati per rilevare tessuti contenenti calcio e calcoli renali nelle larve di pesce zebra. Elizondo et al., (2010) hanno dimostrato che il 57 - 97 percento degli embrioni mutanti omozigoti trpm7 ha sviluppato calcoli renali a 5 dpf, mentre solo il 0-1,4 percento dei fratelli wild-type ha sviluppato tali calcoli. L'imaging di embrioni mutanti omozigoti trpm7 colorati con alizarina in diversi punti temporali ha mostrato che 2-4 embrioni dpf non avevano calcoli e i calcoli sono stati osservati a 5 dpf nel lume e non nell'epitelio del tubulo pronephric (Elizondo et al ., 2010).

Conclusioni e prospettive

L'incidenza delle malattie renali sta aumentando a un ritmo allarmante in tutto il mondo. È urgente identificare le cause di queste malattie e sviluppare nuovi metodi per la loro diagnosi e cura. Il rene metanefrico dei mammiferi è complesso, il che rende difficile comprendere la patologia della malattia renale. Il pronephros nelle larve di zebrafish è funzionale e ha solo due nefroni su entrambi i lati della notocorda con un glomerulo condiviso all'anteriore e una cloaca all'estremità posteriore. In questa recensione, abbiamo discusso vari metodi che possono essere utilizzati per generare modelli zebrafish di malattie renali umane e come analizzare il fenotipo di questi modelli di malattia a livello morfologico, cellulare e molecolare. La ricerca scrupolosa di molti gruppi ha stabilito questi metodi di generazione e analisi del modello di malattia nel corso degli anni. Questi sforzi hanno ora stabilito che gli embrioni e gli adulti di pesce zebra possono essere usati come modelli di malattie renali umane che possono ricapitolare fedelmente vari aspetti della disfunzione renale osservata negli esseri umani. Questi sforzi hanno anche generato molti strumenti e risorse utili, tra cui linee mutanti e transgeniche. Ciò offre l'opportunità non solo di comprendere i meccanismi delle malattie renali utilizzando il pesce zebra, ma anche di usarli per scoprire nuovi farmaci per il trattamento delle malattie renali. Il diabete è una delle principali cause di complicanze renali negli esseri umani. Il pesce zebra offre un'opportunità in cui è possibile studiare anche la disfunzione renale correlata al diabete (Jör gens et al., 2012). Pertanto, il pesce zebra ha una base eccellente come modello di malattia e offre un enorme potenziale per trovare nuove soluzioni alle malattie umane.

Ringraziamenti

Ringraziamo Tarique Anwar e Supriya Borah per le loro discussioni e commenti. SF è un destinatario di DBT (DBT/2015/ILS/361) e UR è un destinatario della borsa di studio DST-Inspire. La ricerca nel laboratorio RKS è supportata dal SERB-EMR (EMR/2016/003780) e dai fondi intramurali dell'ILS, che è un istituto autonomo del DBT, il governo indiano.

Contributo dell'autore

SF ha ideato e scritto il primo manoscritto. UN e RKS hanno discusso e modificato il manoscritto.

Riferimenti

1. AMSTERDAM A, BURGESS S, GOLLING G, CHEN W, SUN Z, TOWNSEND K, FARRINGTON S, HALDI M, HOPKINS N (1999). Uno schermo di mutagenesi inserzionale su larga scala nel pesce zebra. Geni Dev 13: 2713–2724.

2.ANZENBERGER U (2006). Chiarimento dei processi di trasporto endocitico dipendenti da megalina/LRP2- nel pronephros larvale del pesce zebra. J Cell Sci 119: 2127–2137.

3.BARRODIA P, PATRA C, SWAIN RK (2018). Il dominio EF-hand contenente 2 (Efhc2) è cruciale per la segmentazione distale del pronefro nel pesce zebra. Cella Biosci 8: 53.

4. BEGEMANN G, SCHILLING TF, RAUCH GJ, GEISLER R, INGHAM PW (2001). La mutazione senza collo del pesce zebra rivela un requisito per raldh2 nei segnali mesodermici che modellano il rombencefalo. Sviluppo 128: 3081–3094.

5. BIKBOV B, PURCELL CA, LEVEY AS, SMITH M, ABDOLI A, ABEBE M, ADEBAYO OM, AFARIDEH M, AGARWAL SK, AGUDELO-BOTERO M, et al., (2020). Carico globale, regionale e nazionale della malattia renale cronica, 1990–2017: un'analisi sistematica per il Global Burden of Disease Study 2017. Lancet 395: 709–733.

6.BILL BR, PETZOLD AM, CLARK KJ, SCHIMMENTI LA, EKKER SC (2009). Un primer per uso morpholino in zebrafish. Pesce zebra 6: 69–77.

7. BINGHAM C, ELLARD S, COLE TRP, JONES KE, ALLEN LIS, GOODSHIP JA, GOODSHIP THJ, BAKALINOVA-PUGH D, RUSSELL GI, WOOLF AS, NICHOLLS AJ, HATTERSLEY AT (2002). Rene solitario funzionante e diverse malformazioni del tratto genitale associate a mutazioni del fattore nucleare degli epatociti-1b. Rene Int 61: 1243–1251.

8.BOCH J, BONAS U (2010). Xanthomonas AvrBs3 Effettori di tipo III della famiglia: scoperta e funzione. Annu Rev Phytopathol 48: 419–436.

9.BOHN S, THOMAS H, TURAN G, ELLARD S, BINGHAM C, HATTERSLEY AT, RYFFEL GU (2003). Proprietà molecolari e morfogenetiche distinte delle mutazioni nel gene HNF1b umano che portano allo sviluppo renale difettoso. J Am Soc Nephrol 14: 2033–2041.

10.CANTAGREL V, SILHAVY JL, BIELAS SL, SWISTUN D, MARSH SE, BERTRAND JY, AUDOLLENT S, ATTIÉ-BITACH T, HOLDEN KR, DOBYNS WB, et al., (2008). Le mutazioni nel gene Cilia ARL13B portano alla forma classica della sindrome di Joubert. Am J Hum Genet 83: 170–179.

11.CAO Y, SEMANCHIK N, LEE SH, SOMLO S, BARBANO PE, COIFMAN R, SUN Z (2009). Lo schermo del modificatore chimico identifica gli inibitori dell'HDAC come soppressori dei modelli PKD. Proc Natl Acad Sci 106: 21819–21824.

12. CARNEY EF (2020). L'impatto della malattia renale cronica sulla salute globale. Nat Rev Nephrol 16: 251–251.

13. LE CAMERE SONO, WINGERT RA (2016). Progenitori renali: ruoli nella malattia renale e nella rigenerazione. Cellule staminali del mondo J 8: 367–375.

14. CHANG RLS, DEEN WM, ROBERTSON CR, BENNETT CM, GLASSOCK RJ, BRENNER BM, TROY JL, UEKI IF, RASMUSSEN B (1976). Permselettività della parete capillare glomerulare. Studi di glomerulonefrite sperimentale nel ratto utilizzando destrano neutro. J Clin Invest 57: 1272–1286.

15. CHRISTOU-SAVINA S, BEALES PL, OSBORN DPS (2015). Valutazione della funzione renale del pesce zebra utilizzando un test di clearance fluorescente. J Vis Exp 96: e52540.

16.CIANCIOLO COSENTINO C, ROMAN BL, DRUMMOND IA, HUKRIEDE NA (2010). Microiniezioni endovenose di larve di pesce zebra per studiare lesioni renali acute. J Vis Exp 42: e2079.

17.CIANCIOLO COSENTINO C, SKRYPNYK NI, BRILLI LL, CHIBA T, NOVITSKAYA T, WOODS C, WEST J, KOROTCHENKO VN, MCDERMOTT L, DAY BW, DAVID SON AJ, HARRIS RC, DE CAESTECKER MP, HUKRIEDE NA (2013). L'inibitore dell'istone deacetilasi migliora il recupero dopo l'AKI. J Am Soc Nephrol 24: 943–953.

18. COPPER JE, BUDGEON LR, FOUTZ CA, VAN ROSSUM DB, VANSELOW DJ, HUBLEY MJ, CLARK DP, MANDRELL DT, CHENG KC (2018). Analisi comparativa delle tecniche di fissazione e inclusione per la preparazione istologica ottimizzata del pesce zebra.

19. Comp Biochem Physiol Parte C Toxicol Pharmacol 208: 38–46. EQUIPAGGI DC, BELLO AK, SAADI G (2019). Onere, accesso e disparità nelle malattie renali. Rev Nefrol Dial e Traspl 39: 1–11.

20.CURADO S, STAINIER DYR, ANDERSON RM (2008). Ablazione di cellule/tessuti mediata dalla nitroreduttasi nel pesce zebra: un metodo di ablazione controllato spazialmente e temporalmente con applicazioni negli studi sullo sviluppo e sulla rigenerazione. Nat Protoc 3: 948–954.

21.CURRARINO G, COLN D, VOTTELER T (1981). Triade di anomalie anorettali, sacrali e presacrali. Am J Roentgenol 137: 395–398.

22.DESGRANGE A, CEREGHINI S (2015). Nephron Patterning: lezioni da Xenopus, Zebrafish e studi sui topi. Celle 4: 483–499.

23.DIEP CQ, MA D, DEO RC, HOLM TM, NAYLOR RW, ARORA N, WINGERT RA, BOLLIG F, DJORDJEVIC G, LICHMAN B, ZHU H, IKENAGA T, ONO F, ENGLERT C, COWAN CA, HUKRIEDE NA, HANDIN RI, DAVIDSON AJ (2011). Identificazione di progenitori di nefroni adulti capaci di rigenerazione renale in zebrafish. Natura 470: 95–100.

24.DIEP CQ, PENG Z, UKAH TK, KELLY PM, DAIGLE R V., DAVIDSON AJ (2015). Sviluppo del mesonephros del pesce zebra. genesi 53: 257–269.

25. DRUMMOND I (2003). Fare un rene di pesce zebra: una storia di due tubi. Tendenze Cell Biol 13: 357–365.

26.DRUMMOND IA, MAJUMDAR A, HENTSCHEL H, ELGER M, SOLNICA-KREZEL L, SCHIER AF, NEUHAUSS SCF, STEMPLE DL, ZWARTKRUIS F, RANGINI Z, DRIEVER W, FISHMAN MC (1998). Sviluppo iniziale del pronephros del pesce zebra e analisi delle mutazioni che influenzano la funzione pronephric. Sviluppo 125: 4655–4667.

27.DWORSCHAK GC, REUTTER HM, LUDWIG M (2021). Sindrome di Currarino: una revisione genetica completa di una rara malattia congenita. Orphanet J Rare Dis 16: 167.

28. EISEN JS, SMITH JC (2008). Controllo degli esperimenti sul morfolino: non smettere di fare antisenso. Sviluppo 135: 1735–1743.

29.EL-BROLOSY MA, STAINIER DYR (2017). Compensazione genetica: un fenomeno alla ricerca di meccanismi Ed. C Moens. PLOS Genet 13: e1006780.

30. ELIZONDO MR, BUDI EH, PARICHY DM (2010). Trpm7 La regolazione dell'omeostasi cationica in vivo e della funzione renale coinvolge Stanniocalcin 1 e Fgf23. Endocrinologia 151: 5700–5709.

31.ELMONEM M, BERLINGERIO S, VAN DEN HEUVEL L, DE WITTE P, LOWE M, LEVTCHENKO E (2018). Malattie renali genetiche: il ruolo emergente dei modelli di pesce zebra. Celle 7: 130.

32. ELMONEM MA, KHALIL R, KHODAPARAST L, KHODAPARAST L, ARCOLINO FO, MORGAN J, PASTORE A, TYLZANOWSKI P, NY A, LOWE M, DE WITTE PA, BAELDE HJ, VAN DEN HEUVEL LP, LEVTCHENKO E (2017). Il mutante del pesce zebra della cistinosi (ctn) mostra una disfunzione pronephric glomerulare e tubulare. Sci Rep 7: 42583.

33.ENE-IORDACHE B, PERICO N, BIKBOV B, CARMINATI S, REMUZZI A, PERNA A, ISLAM N, BRAVO RF, ALECKOVIC-HALILOVIC M, ZOU H, et al., (2016). Malattia renale cronica e rischio cardiovascolare in sei regioni del mondo (ISN-KDDC): uno studio trasversale. Lancet Glob Guarigione 4: e307–e319.

34. EVAN AP (2010). Fisiopatologia ed eziologia della formazione di calcoli nel rene e nel tratto urinario. Pediatr Nephrol 25: 831–841.

35. FERGUSON JL, SHIVE HR (2019). Immunofluorescenza sequenziale e immunoistochimica su embrioni di pesce zebra criosezionati. J Vis Exp 147: e59344.

36.FERNÁNDEZ R, MALNIC G (1998). H più ATPasi e Cl - Interazione nella regolazione del pH delle cellule MDCK. J Membr Biol 163: 137–145.

37. FOREMAN KJ, MARQUEZ N, DOLGERT A, FUKUTAKI K, FULLMAN N, McGaughey M, PLETCHER MA, SMITH AE, TANG K, YUAN CW, et al., (2018). Previsione dell'aspettativa di vita, degli anni di vita persi e della mortalità per tutte le cause e per causa specifica per 250 cause di morte: scenari di riferimento e alternativi per il 2016-40 per 195 paesi e territori. Lancetta 392: 2052–2090. 38.GELDSETZER P, MANNE-GOEHLER J, THEILMANN M, DAVIES JI, AWASTHI A, VOLLMER S, JAACKS LM, BÄRNIGHAUSEN T, ATUN R (2018). Diabete e ipertensione in Italia. Internato JAMA Med 178: 363.

39.HANKE N, STAGGS L, SCHRODER P, LITTERAL J, FLEIG S, KAUFELD J, PAULI C, HALLER H, SCHIFFER M (2013). "Zebrafishing" per nuovi geni rilevanti per la barriera di filtrazione glomerulare. Biomed Res Int 2013: 1–12.

40. HELLMAN NE, LIU Y, MERKEL E, AUSTIN C, LE CORRE S, BEIER DR, SUN Z, SHARMAN, YODER BK, DRUMMOND IA(2010). Il fattore di trascrizione zebrafish foxj1a regola la funzione delle ciglia in risposta a lesioni e stiramento epiteliale. Proc Natl Acad Sci USA 107: 18499–18504.

41. HENTSCHELDM, PARKKM, CILENTIL, ZERVOSAS, DRUMMONDI, BONVENTRE J V. (2005). Insufficienza renale acuta in zebrafish: un nuovo sistema per studiare una malattia complessa. Am J Physiol Physiol 288: F923-F929.

42. HILL NR, FATOBA ST, OKE JL, HIRST JA, O'CALLAGHAN CA, LASSERSON DS, HOBBSFDR(2016).GlobalPrevalenceofChronicKidneyDisease–ASystematic Review and Meta-Analysis Ed. G. Remuzzi. PLoS One 11: e0158765.

43. HOWE K, CLARK MD, TORROJA CF, TORRANCE J, BERTHELOT C, MUFFATO M, COLLINS JE, HUMPHREY S, MCLAREN K, MATTHEWS L, et al., (2013). La sequenza del genoma di riferimento del pesce zebra e la sua relazione con il genoma umano. Natura 496: 498–503.

44. JAFFE KM, THIBERGE SY, BISHER ME, BURDINE RD (2010). Imaging Cilia in Zebrafish. In Metodi in Biologia Cellulare (Ed. Cassimeris L, Tran P). Vol.97. Academic Press, pp. 415-435.

45. JAIN S (2014). Sviluppo renale e anomalie correlate. In Pathobiology of Human Disease Elsevier, pp. 2701–2715.

46. ​​JHA V, GARCIA-GARCIA G, ISEKI K, LI Z, NAICKER S, PLATTNER B, SARAN R, WANG AYM, YANG CW (2013). Malattia renale cronica: dimensione globale e prospettive. Lancetta 382: 260–272.

47.JOBST-SCHWAN T, HOOGSTRATEN CA, KOLVENBACH CM, SCHMIDT JM, KOLB A, EDDY K, SCHNEIDER R, ASHRAF S, WIDMEIER E, MAJMUNDAR AJ, HILDEBRANDT F (2019). Il trattamento con corticosteroidi esacerba la sindrome nefrosica in un modello zebrafish di knockout magi2a. Rene Int 95: 1079–1090.

48.JOHNSON CS, HOLZEMER NF, WINGERT RA (2011). Ablazione laser del pronefro di pesce zebra per studiare la rigenerazione epiteliale renale. J Vis Exp 54: 2845.

49.JÖRGENS K, HILLEBRANDS JL, HAMMES HP, KROLL J (2012). Pesce zebra: un modello per comprendere le complicanze del diabete. Exp Clin Endocrinol Diabetes 120: 186–187.

50.KAMEI CN, LIU Y, DRUMMOND IA (2015). Rigenerazione renale in pesce zebra adulto da lesioni indotte da gentamicina. J Vis Exp 102: e51912.

51.KAUFMAN CK, WHITE RM, ZON L (2009). Screening genetico chimico nell'embrione di zebrafish. Nat Protoc 4: 1422–1432.

52.KAWASUMI M, NGHIEM P (2007). Genetica chimica: chiarimento dei sistemi biologici con composti a piccole molecole. J Invest Dermatol 127: 1577–1584.

53.KIM BH, ZHANG GJ (2020). Generazione di linee di zebrafish knockout stabili eliminando grandi frammenti cromosomici utilizzando più gRNA. Geni G3, genomi, Genet 10: 1029-1037.

54.KRAMER-ZUCKER AG (2005). Il flusso di fluido guidato dalle ciglia nel pronephros del pesce zebra, nel cervello e nella vescicola di Kupffer è necessario per la normale organogenesi. Sviluppo 132: 1907-1921.

55.KRAMER-ZUCKER AG, WIESSNER S, JENSEN AM, DRUMMOND IA (2005). L'organizzazione dell'apparato di filtrazione pronephric nel pesce zebra richiede Nephrin, Podocin e la proteina del dominio FERM Mosaic eyes. Dev Biol 285: 316–329.

56. KRISHNAMURTHY VG (1976). Citofisiologia dei corpuscoli di Stannio. Int Rev Cytol 46: 177–249.

57. KROEGER PT, DRUMMOND BE, MICELI R, MCKERNAN M, GERLACH GF, MARRA AN, FOX A, MCCAMPBELL KK, LESHCHINER I, RODRIGUEZ-MARI A, BREMILLER R, THUMMEL R, DAVIDSON AJ, POSTLETHWAIT J, GOESSLING W, WINGERT AR (2017). Lo zeppelin mutante del rene di zebrafish rivela che brca2/fancd1 è essenziale per lo sviluppo del pronephros. Dev Biol 428: 148–163.

58. LAWSON ND, WOLFE SA (2011). Approcci genetici diretti e inversi per l'analisi dello sviluppo dei vertebrati nel pesce zebra. Cella di sviluppo 21: 48–64.

59. LEE S, KIM EJ, CHO SI, PARK H, SEO SH, SEONG MW, PARK SS, JUNG SE, LEE SC, PARK KW, KIM HY (2018). Lo spettro delle varianti patogene MNX1 e le caratteristiche cliniche associate nei pazienti coreani con sindrome di Currarino. Ann Lab Med 38: 242–248.

60. LEVEY AS, ASTOR BC, STEVENS LA, CORESH J (2010). Malattia renale cronica, diabete e ipertensione: cosa c'è in un nome? Rene Int 78: 19–22.

61.LINDNER TH, NJOLSTAD PR, HORIKAWA Y, BOSTAD L, BELL GI, SOVIK O (1999). Una nuova sindrome di diabete mellito, disfunzione renale e malformazione genitale associata a una parziale delezione del dominio pseudo-POU del fattore nucleare degli epatociti-1beta. Hum Mol Genet 8: 2001-2008.

62. LIU K, PETREE C, REQUENA T, VARSHNEY P, VARSHNEY GK (2019). Espansione della cassetta degli attrezzi CRISPR in Zebrafish per lo studio dello sviluppo e delle malattie. Front Cell Dev Biol 7: 13.

63.LIU Y, LUO D, LEI Y, HU W, ZHAO H, CHENG CHK (2014). Un approccio altamente efficace mediato da TALEN per l'interruzione genica mirata in Xenopus tropicalis e zebrafish. Metodi 69: 58–66.

64. LIU Y, PATHAK N, KRAMER-ZUCKER A, DRUMMOND IA (2007). La segnalazione di Notch controlla la differenziazione del trasporto degli epiteli e delle cellule multiciliate nel pronephros del pesce zebra. Sviluppo 134: 1111–1122.

65. LUNT SC, HAYNES T, PERKINS BD (2009). Zebrafish ift57, ift88 e ift172 mutanti di trasporto intraflagellar interrompono le ciglia ma non influenzano la segnalazione del riccio. Dev Dyn 238: 1744–1759.

66. MANGOS S, LAMP Y., ZHAO A, LIU Y, MUDUMANA S, VASILYEV A, LIU A, DRUMMOND IA (2010). I geni ADPKD pkd1a/b e pkd2 regolano la formazione della matrice extracellulare. Dis Modello Mech 3: 354–365.

67.MARRA AN, ULRICH M, WHITE A, SPRINGER M, WINGERT RA (2017). Visualizzazione di cellule multiciliate nel pesce zebra attraverso un protocollo combinato di ibridazione e immunofluorescenza in situ fluorescenti a montaggio intero. J Vis Exp 129: 56261.

68. MCCAMPBELL KK, SPRINGER KN, WINGERT RA (2015). Atlante della dinamica cellulare durante la rigenerazione del rene adulto di pesce zebra. Cellule staminali Int 2015: 1–19.

69.MCKEE RA, WINGERT RA (2015). Patologia renale del pesce zebra: modelli emergenti di danno renale acuto. Curr Pathobiol Rep 3: 171–181.

70.MINGEOT-LECLERCQ MP, TULKENS PM (1999). Aminoglicosidi : Nefrotossicità. Agenti antimicrobici Chemother 43(5): 1003–1012.

71. MORALES EE, HANDA N, DRUMMOND BE, CHAMBERS JM, MARRA AN, ADDI EGO A, WINGERT RA (2018). Homeogene emx1 è necessario per lo sviluppo del segmento distale del nefrone nel pesce zebra. Sci Rep 8: 18038.

72.MULLINS MC, HAMMERSCHMIDT M, HAFFTER P, NÜSSLEIN-VOLHARD C (1994). Mutagenesi su larga scala nel pesce zebra: alla ricerca di geni che controllano lo sviluppo in un vertebrato. Curr Biol 4: 189–202.

73. NAYLOR RW, CHANG H-HG, QUBISI S, DAVIDSON AJ (2018). Un nuovo meccanismo di formazione della ghiandola nel pesce zebra che coinvolge la transdifferenziazione delle cellule epiteliali renali e l'estrusione di cellule vive. Vita 7: e38911.

74. NAYLOR RW, DAVIDSON AJ (2017). Formazione del tubulo pronephric in zebrafish: morfogenesi e migrazione. Pediatr Nephrol 32: 211–216.

75.NAYLOR RW, PRZEPIORSKI A, REN Q, YU J, DAVIDSON AJ (2013). HNF1 b è essenziale per la segmentazione del nefrone durante la nefrogenesi. J Am Soc Nephrol 24: 77–87.

76.OTT E, WENDIK B, SRIVASTAVA M, PACHO F, TÖCHTERLE S, SALVENMOSER W, MEYER D (2016). La morfogenesi del tubulo pronephric nel pesce zebra dipende dalla repressione mediata da Mnx di irx1b all'interno del mesoderma intermedio. Dev Biol 411: 101–114.

77.OUTTANDY P, RUSSELL C, KLETA R, BOCKENHAUER D (2019). Zebrafish come modello per la funzione e la malattia del rene. Pediatr Nephrol 34: 751–762.

78.PALMYRE A, LEE J, RYKLIN G, CAMARATA T, SELIG MK, DUCHEMIN AL, NOWAK P, ARNAOUT MA, DRUMMOND IA, VASILYEV A (2014). La migrazione epiteliale collettiva guida la riparazione del rene dopo una lesione acuta Ed. AJ Kabla. PLoS One 9: e101304.

79.PATTON EE, ZON LI (2001). L'arte e il design degli schermi genetici: zebrafish. Nat Rev Genet 2: 956–966.

80.PIECZYNSKI J, MARGOLIS B (2011). Complessi proteici che controllano la polarità epiteliale renale. Am J Physiol Physiol 300: F589–F601.

81.POUREETEZADI SJ, WINGERT RA (2016). Pesce piccolo, grande pescato: il pesce zebra come modello per le malattie renali. Rene Int 89: 1204–1210.

82.RAJAPURKAR MM, JOHN GT, KIRPALANI AL, ABRAHAM G, AGARWAL SK, ALMEIDA AF, GANG S, GUPTA A, MODI G, PAHARI D, PISHARODY R, PRAKASH J, RAMAN A, RANA DS, SHARMA RK, SAHOO R, SAKHUJA V, TATAPUDI RR, JHA V (2012). Cosa sappiamo della malattia renale cronica in India: primo rapporto del registro indiano della CKD. BMC Nephrol 13: 10.

83.RAJASEKARAN SA, PALMER LG, MOON SY, PERALTA SOLER A, APODACA GL, HARPER JF, ZHENG Y, RAJASEKARAN AK (2001). L'attività Na, K-ATPasi è richiesta per la formazione di giunzioni strette, desmosomi e induzione di polarità nelle cellule epiteliali Ed. G Guidotti. Cella Mol Biol 12: 3717–3732.

84. ROBERTS RJ, ELLIS AE (2012). Anatomia e fisiologia dei teleostei. In Fish Pathol Fourth Ed (Ed. Roberts RJ) Wiley, pp. 17–61.

85.ROBU ME, LARSON JD, NASEVICIUS A, BEIRAGHI S, BRENNER C, FARBER SA, EKKER SC (2007). p53 Attivazione da parte di Knockdown Technologies Ed. M Mullins. PLoS Genet 3: e78.

86.ROSSI A, KONTARAKIS Z, GERRI C, NOLTE H, HÖLPER S, KRÜGER M, STAINIER DYR (2015). La compensazione genetica è indotta da mutazioni deleterie ma non da atterramenti genici. Natura 524: 230–233.

87.SABALIAUSKAS NA, FOUTZ CA, MEST JR, BUDGEON LR, SIDOR AT, GERSHENSON JA, JOSHI SB, CHENG KC (2006). Istologia del pesce zebra ad alto rendimento. Metodi 39: 246–254.

88. SERTORI R, TRENGOVE M, BASHEER F, WARD AC, LIONGUE C (2016). Modifica del genoma in zebrafish: una panoramica pratica. Breve funzione genomica 15: 322–330.

89. SHAH AN, DAVEY CF, WHITE BIRCH AC, MILLER AC, MOENS CB (2016). Screening genetico inverso rapido utilizzando CRISPR in Zebrafish. Pesce zebra 13: 152–153.

90. SHAO W, ZHONG D, JIANG H, HAN Y, YIN Y, LI R, QIAN X, CHEN D, JING L (2020). Una nuova gentamicina aminoglicosidica mostra una bassa nefrotossicità e ototossicità negli embrioni di zebrafish. J Appl Toxicol 41:1063-1075.

91.SHARMA KR, HECKLER K, STOLL SJ, HILLEBRANDS JL, KYNAST K, HERPEL E, PORUBSKY S, ELGER M, HADASCHIK B, BIEBACK K, HAMMES HP, NAWROTH PP, KROLL J (2016). ELMO1 protegge la struttura renale e l'ultrafiltrazione nello sviluppo renale e in condizioni diabetiche. Sci Rep 6: 37172.

92.SMYTH IM, CULLEN-MCEWEN LA, CARUANA G, BLACK MJ, BERTRAM JF (2017). Sviluppo del rene. In Fisiologia fetale e neonatale Elsevier, pp. 953-964.e4.

93. SULLIVAN-BROWN J, BISHER ME, BURDINE RD (2011). Incorporamento, sezionamento seriale e colorazione di embrioni di zebrafish utilizzando la resina JB-4. Nat Protoc 6: 46–55.

94.SULLIVAN-BROWN J, SCHOTTENFELD J, OKABE N, HOSTETTER CL, SERLUCA FC, THIBERGE SY, BURDINE RD (2008). Le mutazioni del pesce zebra che interessano la motilità delle ciglia condividono fenotipi cistici simili e suggeriscono un meccanismo di formazione della cisti che differisce dai morfanti pkd2. Dev Biol 314: 261–275.

95. SUMMERTON J (1999). Oligomeri antisenso morfolino: il caso di un tipo strutturale indipendente da RNasi H. Biochim Biophys Acta - Gene Struct Espr 1489: 141–158.

96.SUN, Z. AMSTERDAM, A. PAZOUR, GJ COLE, DG MILLER SM (2004). Uno schermo genetico nel pesce zebra identifica i geni delle ciglia come causa principale del rene cistico. Sviluppo 131: 4085–4093.

97.TAHARA T, OGAWA K, TANIGUCHI K (1993). Ontogenesi del pronephros e del mesonephros nella rana artigliata sudafricana, Xenopus laevis Daudin, con particolare riferimento all'aspetto e al movimento delle cellule immunopositive alla renina. Exp Anim 42: 601–610.

98. TALLAFUSS A, GIBSON D, MORCOS P, LI Y, SEREDICK S, EISEN J, WASHBOURNE P (2012). Attivazione e disattivazione della funzione genica utilizzando i fotomorfolini senso e antisenso nel pesce zebra. Sviluppo 139: 1691–1699.

99.TAVARES B, JACINTOR R, SAMPAIO P, PESTANA S, PINTO A, VAZ A, ROXO-ROSA M, GARDNER R, LOPES T, SCHILLING B, HENRY I, SAÚDE L, LOPES SS (2017). La segnalazione Notch/Her12 modula, il rapporto ciglia mobile/immotile a valle di Foxj1a nell'organizzatore sinistro-destro del pesce zebra. Vita 6: e25165.

100.THOMAS R, KANSO A, SEDOR JR (2008). Malattia renale cronica e le sue complicanze. Prim Care - Clin Off Pract 35: 329–344.

101.VARMA PP (2015). Prevalenza della malattia renale cronica in India - Dove stiamo andando? Indiano J Nephrol 25: 133–135.

102.VARSHNEY GK, BURGESS SM (2014). Risorse di mutagenesi e fenotipizzazione nel pesce zebra per lo studio dello sviluppo e delle malattie umane. Genomica breve funzione 13: 82-94.

103.VARSHNEY GK, CARRINGTON B, PEI W, BISHOP K, CHEN Z, FAN C, XU L, JONES M, LAFAVE MC, LEDIN J, SOOD R, BURGESS SM (2016). Un flusso di lavoro di genomica funzionale ad alto rendimento basato sulla mutagenesi mirata mediata da CRISPR/Cas9- nel pesce zebra. Nat Protoc 11: 2357–2375.

104.VARUGHESE S, ABRAHAM G (2018). Malattia renale cronica in India. Clin J Am Soc Nephrol 13: 802–804.

105. VASILYEV A, LIU Y, MUDUMANA S, MANGOS S, LAM PY, MAJUMDAR A, ZHAO J, POON KL, KONDRYCHYN I, KORZH V, DRUMMOND IA (2009). La migrazione cellulare collettiva guida la morfogenesi del nefrone renale Ed. DL Stemma. PLoS Biol 7: e1000009.

106.VERLANDER JW (1998). Funzione renale normale e alterazioni della funzione renale in stati di nefrotossicità Normale ultrastruttura del rene e delle basse vie urinarie. Toxicol Pathol 26: 1–17.

107.WILSON PD (2011). Polarità apico-basale negli epiteli del rene policistico. Biochim Biophys Acta - Mol Basis Dis 1812: 1239–1248.

108.WINGERT RA, DAVIDSON AJ (2011). La nefrogenesi del pesce zebra comporta cambiamenti dinamici di espressione spaziotemporale nei progenitori renali e segnali essenziali dall'acido retinoico e irx3b. Dev Dyn 240: 2011–2027.

109.WINGERT RA, SELLECK R, YU J, SONG HD, CHEN Z, SONG A, ZHOU Y, THISSE B, THISSE C, MCMAHON AP, DAVIDSON AJ (2007). I geni cdx e l'acido retinoico controllano il posizionamento e la segmentazione del pronephros del pesce zebra. PLoS Genet 3: 1922-1938.

110.YAKULOV TA, TODKAR AP, SLANCHEV K, WIEGEL J, BONA A, GROSS M, SCHOLZ A, HESS I, WURDITSCH A, GRAHAMMER F, et al., (2018). CXCL12 e MYC controllano il metabolismo energetico per supportare le risposte adattative dopo danno renale. Nat Comuni 9: 1–15.

111.YAMAGUCHI T, HAMPSON SJ, REIF GA, HEDGE AM, WALLACE DP (2006). Il calcio ripristina un fenotipo di proliferazione normale nelle cellule epiteliali della malattia del rene policistico umano. J Am Soc Nephrol 17: 178–187.

112.ZAGHLOUL NA, KATSANIS N (2011). Zebrafish Assays of Ciliopathies. In Metodi in Biologia Cellulare (Ed. Detrich HW, Westerfield M, Zon L. I). vol. 105. Stampa accademica, pp. 257-272.

113.ZHAO C, MALICKI J (2007). difetti genetici delle ciglia pronephric in zebrafish. MechDev 124: 605–616.

114.ZHOU W, DAI J, ATTANASIO M, HILDEBRANDT F (2010). La nefrocistina-3 è necessaria per la funzione ciliare negli embrioni di zebrafish. Am J Physiol Physiol 299: F55–F62.

115.ZHOU W, HILDEBRANDT F (2012). Lesioni inducibili dei podociti e proteinuria nel pesce zebra transgenico. J Am Soc Nephrol 23: 1039–1047.

Per maggiori informazioni: david.deng@wecistanche.com WhatApp:86 13632399501